Advertisements
Feeds:
Posts
Comments

Posts Tagged ‘metalloenzymes’


Highlights of a Green Evolution

Reporter and Curator: Larry H Bernstein, MD, FCAP 

 

 

Chlorophyll

chlorophyll coloration to leaves

chlorophyll coloration to leaves

Paul May
School of Chemistry, University of Bristol
VRML, Jmol, and Chime versions

Chlorophyll is the molecule that absorbs sunlight and uses its energy to
synthesize carbohydrates from CO2 and water. This process is known as
photosynthesis. Animals and humans obtain their food supply by eating plants.

In 1780, the famous English chemist Joseph Priestley found that plants could “restore air which has been injured by the burning of candles.” He placed a mint
plant into a vessel of water for several days, then found that “the air would neither extinguish a candle, nor was it all inconvenient to a mouse which I put into it”.
He discovered that plants produce oxygen. Then, in 1794,  Antoine Lavoisier
discovered oxidation.  It fell to a Dutchman, Jan Ingenhousz,  to make the next
major contribution to the mechanism of photosynthesis.
Having heard of Priestley’s experiments, he  spent a summer near London doing
over 500 experiments, to discover that light plays a major role in photosynthesis.
He noted that plants not only have the faculty to correct bad air in six to ten days,
but they perform this in a few hours; owing to the influence of light of the sun
upon the plant.

Very soon after, more pieces of the puzzle were found by two chemists working
in Geneva. Jean Senebier, found that “fixed air” (CO2) was taken up during photosynthesis, and Theodore de Saussure discovered that the other reactant
necessary was water. The final contribution came from a German surgeon,
Julius Robert Mayer ,

Julius Robert Mayer

Julius Robert Mayer

who recognised that plants convert solar energy into chemical energy. He said:
“Nature has put itself the problem of how to catch in flight light streaming to
the Earth and to store the most elusive of all powers in rigid form. The plants
take in one form of power, light; and produce another power, chemical
difference.” The actual chemical equation which takes place is the reaction
between carbon dioxide and water, catalyzed by sunlight, to produce glucose
and a waste product, oxygen. The glucose sugar is either directly used as an
energy source by the plant for metabolism or growth, or is polymerized to form
starch, so it can be stored until needed. The waste oxygen is excreted into the
atmosphere, where it is made use of by plants and animals for respiration.

http://www.chm.bris.ac.uk/motm/chlorophyll/photosth.gif

Chlorophyll as a Photoreceptor

Chlorophyll is the molecule that traps this ‘most elusive of all powers’ – and is
called a photoreceptor. It is found in the chloroplasts of green plants,
and is what makes green plants, green. The basic structure of a chlorophyll
molecule is a porphyrin ring, co-ordinated to a central atom. This is very
similar in structure to the heme group found in hemoglobin, except that in
heme the central atom is iron, whereas in chlorophyll it is magnesium.

chphyll

http://www.chm.bris.ac.uk/motm/chlorophyll/chphyll.gif

Click for 3D structure file

Click for 3D structure file

There are actually 2 main types of chlorophyll, named a and b. They differ only
slightly, in the composition of a sidechain (in a it is – H3, in b it is CHO). Both of these
two chlorophylls are very effective photoreceptors because they contain a network of
alternating single and double bonds, and the orbitals can delocalize stabilizing the
structure. Such delocalised polyenes have very strong absorption bands in the visible
regions of the spectrum, allowing the plant to absorb the energy from sunlight.

chloroabs

http://www.chm.bris.ac.uk/motm/chlorophyll/chloroabs.gif

The different side groups in the 2 chlorophylls ‘tune’ the absorption spectrum to
slightly different wavelengths, so that light that is not significantly absorbed by
chlorophyll a, at, say, 460nm, will instead be captured by chlorophyll b, which
absorbs strongly at that wavelength. Thus these two kinds of chlorophyll
complement each other in absorbing sunlight. Plants can obtain all their energy
requirements from the blue and red parts of the spectrum, however, there is still
a large spectral region, between 500-600nm, where very little light is absorbed.

This light is in the green region of the spectrum, and since it is reflected, this
is the reason plants appear green. Chlorophyll absorbs so strongly that it can
mask other less intense colours. Some of these more delicate colours (from
molecules such as carotene and quercetin) are revealed when the chlorophyll
molecule decays in the Autumn, and the woodlands turn red, orange,and
golden brown. Chlorophyll can also be damaged when vegetation is cooked,
since the central Mg atom is replaced by hydrogen ions. This affects the energy
levels within the molecule, causing its absorbance spectrum to alter. Thus cooked
leaves change colour – often becoming a paler, insipid yellowy green.

As the chlorophyll in leaves decays in the autumn, the green colour fades and is
replaced by the oranges and reds of carotenoids.

Chlorophyll in Plants

The chlorophyll molecule is the active part that absorbs the sunlight, but just as with
hemoglobin, in order to do its job (synthesising carbohydrates) it needs to be attached
to the backbone of a very complicated protein. This protein may look haphazard in
design, but it has exactly the correct structure to orient the chlorophyll molecules in
the optimal position to enable them to react with nearby CO2 and H2O molecules in
a very efficient manner. Several chlorophyll molecules are lurking inside this bacterial
photoreceptor protein (right).

References:

Introduction to Organic Chemistry, Streitweiser and Heathcock (MacMillan, New York,
1981).

Biochemistry, L. Stryer (W.H. Freeman and Co, San Francisco, 1975).

Wikipedia – Chlorophyll

Chlorophyll (also chlorophyl) is a green pigment found in cyanobacteria and the
chloroplasts of algae and plants.  Its name is derived from the Greek words χλωρός,
chloros (“green”) and φύλλον, phyllon (“leaf”).  Chlorophyll is an extremely important
biomolecule, critical in photosynthesis, which allows plants to absorb energy from light. Chlorophyll absorbs light most strongly in the blue portion of the
electromagnetic spectrum, followed by the red portion. Conversely, it is a poor
absorber of green and near-green portions of the spectrum, hence the green
color of chlorophyll-containing tissues. chlorophyll was first isolated by
Joseph Bienaimé Caventou and Pierre Joseph Pelletier in 1817.

Absorption maxima of chlorophylls against the spectrum of white light

Chlorofilab.svg

Chlorophyll is found in high concentrations in chloroplasts of plant cells.

Clorofila_3
http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/0/05/Clorofila_3.jpg/
120px-Clorofila_3.jpg

These chlorophyll maps show milligrams of chlorophyll per cubic meter of seawater
each month. Places where chlorophyll amounts were very low, indicating very low
numbers of phytoplankton, are blue. Places where chlorophyll concentrations were
high, meaning many phytoplankton were growing, are yellow.

chlophyll world map

chlophyll world map

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/e/e3/
MY1DMM_CHLORA.ogv/220px–MY1DMM_CHLORA.ogv.jpg

Chlorophyll and photosynthesis

Chlorophyll is vital for photosynthesis, which allows plants to absorb energy from light.

Chlorophyll molecules are specifically arranged in and around photosystems that are
embedded in the thylakoid membranes of chloroplasts. In these complexes,
chlorophyll serves two primary functions. The function of the vast majority of
chlorophyll (up to several hundred molecules per photosystem) is to absorb light and
transfer that light energy by resonance energy transfer to a specific chlorophyll pair
in the reaction center of the photosystems.

The two currently accepted photosystem units are Photosystem II and Photosystem I,
which have their own distinct reaction center chlorophylls, named P680 and P700,
respectively. These pigments are named after the wavelength (in nanometers) of their
red-peak absorption maximum. The identity, function and spectral properties of the
types of chlorophyll in each photosystem are distinct and determined by each other
and the protein structure surrounding them. Once extracted from the protein into a
solvent (such as acetone or methanol), these chlorophyll pigments can be separated
in a simple paper chromatography experiment and, based on the number of polar
groups between chlorophyll a and chlorophyll b, will chemically separate out on the
paper.

The function of the reaction center chlorophyll is to use the energy absorbed by and
transferred to it from the other chlorophyll pigments in the photosystems to undergo
a charge separation, a specific redox reaction in which the chlorophyll donates an
electron into a series of molecular intermediates called an electron transport chain.
The charged reaction center chlorophyll (P680+) is then reduced back to its ground
state by accepting an electron. In Photosystem II, the electron that reduces P680+
ultimately comes from the oxidation of water into O2 and H+ through several
intermediates.

This reaction is how photosynthetic organisms such as plants produce O2 gas, and
is the source for practically all the O2 in Earth’s atmosphere. Photosystem I typically
works in series with Photosystem II; thus the P700+ of Photosystem I is usually
reduced, via many intermediates in the thylakoid membrane, by electrons ultimately
from Photosystem II. Electron transfer reactions in the thylakoid membranes are
complex, however, and the source of electrons used to reduce P700+ can vary.

The electron flow produced by the reaction center chlorophyll pigments is used to
shuttle H+ ions across the thylakoid membrane, setting up a chemiosmotic potential
used mainly to produce ATP chemical energy; and those electrons ultimately reduce
NADP+ to NADPH, a universal reductant used to reduce CO2 into sugars as well as
for other biosynthetic reductions.

Reaction center chlorophyll–protein complexes are capable of directly absorbing light
and performing charge separation events without other chlorophyll pigments, but the
absorption cross section (the likelihood of absorbing a photon under a given light
intensity) is small. Thus, the remaining chlorophylls in the photosystem and antenna
pigment protein complexes associated with the photosystems all cooperatively absorb
and funnel light energy to the reaction center. Besides chlorophyll a, there are other
pigments, called accessory pigments, which occur in these pigment–protein
antenna complexes.

Chemical structure

Chlorophyll is a chlorin pigment, which is structurally similar to and produced through the same metabolic pathway as other porphyrin pigments such as heme. At the center
of the chlorin ring is a magnesium ion. This was discovered in 1906, and was the first
time that magnesium had been detected in living tissue. or the structures depicted in

this article, some of the ligands attached to the Mg2+ center are omitted for clarity.
The chlorin ring can have several different side chains, usually including a long
phytol chain. There are a few different forms that occur naturally, but the most
widely distributed form in terrestrial plants is chlorophyll a.

Chlorophyll-a-3D

Chlorophyll-a-3D

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/9/92/
Chlorophyll-a-3D-vdW.png/220px-Chlorophyll-a-3D-vdW.png

Space-filling model of the chlorophyll a molecule

After initial work done by German chemist Richard Willstätter spanning from 1905 to
1915, the general structure of chlorophyll a was elucidated by Hans Fischer in 1940.
By 1960, when most of the stereochemistry of chlorophyll a was known, Robert Burns
Woodward published a total synthesis of the molecule. In 1967, the last remaining
stereochemical elucidation was completed by Ian Fleming, and in 1990 Woodward
and co-authors published an updated synthesis. Chlorophyll was announced to be
present in cyanobacteria and other oxygenic microorganisms that form stromatolites
in 2010; a molecular formula of C55H70O6N4Mg and a structure of (2-formyl)-chlorophyll a were deduced based on NMR, optical and mass spectra.

When leaves degreen in the process of plant senescence, chlorophyll is converted
to a group of colourless tetrapyrroles known as nonfluorescent chlorophyll catabolites
(NCC’s) with the general structure:

These compounds have also been identified in several ripening fruits

Nonfluorescentchlorophilcatabolites.svg

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/c/c7/Nonfluorescent
chlorophilcatabolites.svg/241px-Nonfluorescentchlorophilcatabolites.svg.png

Absorbance spectra of free chlorophyll a (blue) and b (red) in a solvent. The spectra
of chlorophyll molecules are slightly modified in vivo depending on specific pigment-
protein interactions.

Chlorophyll_ab_spectra

Chlorophyll_ab_spectra

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/2/23/Chlorophyll_ab_
spectra-en.svg/220px-Chlorophyll_ab_spectra-en.svg.png

Complementary light absorbance of anthocyanins with chlorophylls

Anthocyanins are other plant pigments. The absorbance pattern responsible for the
red color of anthocyanins may be complementary to that of green chlorophyll in
photosynthetically active tissues such as young Quercus coccifera leaves. It may
protect the leaves from attacks by plant eaters that may be attracted by green color.

Superposition of spectra of chlorophyll a and b with oenin (malvidin 3O glucoside),
a typical anthocyanidin, showing that, while chlorophylls absorb in the blue and
yellow/red parts of the visible spectrum, oenin absorbs mainly in the green part
of the spectrum, where chlorophylls don’t absorb at all.

Superposition of spectra of chlorophyll a and b with oenin

Superposition of spectra of chlorophyll a and b with oenin

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/f/f0/Spectra_Chlorophyll_
ab_oenin_%281%29.PNG/220px-Spectra_Chlorophyll_ab_oenin_%281%29.PNG

Many important natural substances are chelates. In chelates a central metal ion is
bonded to a large organic molecule, a molecule composed of carbon, hydrogen, and
other elements such as oxygen and nitrogen. One such chelate is chlorophyll, the
green pigment of plants. In chlorophyll the central ion is magnesium, and the large
organic molecule is a porphyrin. The porphyrin contains four nitrogen atoms that form
bonds to magnesium in a square planar arrangement. There are several forms of
chlorophyll. The structure of one form, chlorophyll a, is shown.

chlrphyl

http://scifun.chem.wisc.edu/chemweek/chlrphyl/chlrphyl.gif

(As you can see from the molecular structure, the “chloro” in chlorophyll does not
mean that it contains the element chlorine. The chloro portion of the word is from
the Greek chloros, which means yellowish green. The name of the element chlorine
comes from the same source. Chlorine is a yellowish green gas.)

Chlorophyll is one of the most important chelates in nature. It is capable of
channeling the energy of sunlight into chemical energy through the process of
photosynthesis. In photosynthesis, the energy absorbed by chlorophyll transforms
carbon dioxide and
water into carbohydrates and oxygen.

CO2 + H2O ——- (CH2O) + O2

(In this equation, (CH2O) is the empirical formula of carbohydrates.) The chemical
energy stored by photosynthesis in carbohydrates drives biochemical reactions in
nearly all living organisms.

In the photosynthetic reaction, carbon dioxide is reduced by water; in other words,
electrons are transferred from water to carbon dioxide. Chlorophyll assists this
transfer. When chlorophyll absorbs light energy, an electron in chlorophyll is excited
from a lower energy state to a higher energy state. In this higher energy state, this
electron is more readily transferred to another molecule. This starts a chain of
electron-transfer steps, which ends with an electron transferred to carbon dioxide.

Meanwhile, the chlorophyll which gave up an electron can accept an electron from
another molecule. This is the end of a process which starts with the removal of an
electron from water. Thus, chlorophyll is at the center of the photosynthetic
oxidation-reduction reaction between carbon dioxide and water.

Other molecules with structures similar to that of chlorophyll play important roles in
other biochemical electron-transfer (oxidation-reduction) reactions. Heme consists
of a porphyrin similar to that in chlorophyll and an iron(II) ion in the center of the
porphyrin. Heme is bright red. In the red blood cells of vertebrates, heme is bound
to proteins forming hemoglobin. Hemoglobin combines with oxygen in the lungs, gills,
or other respiratory surfaces and releases it in the tissues. In muscle cells, myoglobin,
the name given to hemoglobin in muscles, stores oxygen as an electron source for
energy-releasing oxidation-reduction reactions.

Another relative of chlorophyll is vitamin B12. Vitamin B12 contains a cobalt ion at
the center of the porphyrin. Like heme, vitamin B12 is bright red. It is essential to
digestion and nutritional absorption in animals. The exact way it functions is not
known. Because vitamin B12 is not produced by higher plants, a strictly vegetarian
diet can lead to vitamin B12 deficiency. However, it is produced by molds and
bacteria which grow on most foods.

The intense color of chlorophyll suggests that it may be useful as a commercial
pigment. In fact, chlorophyll a is a green dye (Natural Green 3) used in soaps and
cosmetics. The absorption spectrum of chlorophyll (below) shows that it absorbs
strongly in the red and blue-violet regions of the visible spectrum. Because it absorbs
red and blue-violet light, the light it reflects and transmits appears green. Commercial
pigments with structures similar to chlorophyll have been produced in a range of colors.
Some of these have slightly modified porphyrins, such as having hydrogen atoms
replaced with chlorine atoms. Others have different metal ions. For example, one
bright blue pigment has a copper(I) ion at the center of the porphyrin and is used
primarily in coloring fabrics.

http://scifun.chem.wisc.edu/chemweek/chlrphyl/clrphlsp.gif

Advertisements

Read Full Post »


The Colors of Respiration and Electron Transport

Reporter & Curator: Larry H. Bernstein, MD, FCAP 

 

 

Molecular Biology of the Cell. 4th edition

Electron-Transport Chains and Their Proton Pumps
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/

Having considered in general terms how a mitochondrion uses electron
transport to create an electrochemical proton gradient, we need to
examine the mechanisms that underlie this membrane-based energy-conversion process. In doing so, we also accomplish a larger purpose.
As emphasized at the beginning of this chapter, very similar chemi-
osmotic mechanisms are used by mitochondria, chloroplasts, archea,
and bacteria. In fact, these mechanisms underlie the function of nearly
all living organisms— including anaerobes that derive all their energy
from electron transfers between two inorganic molecules. It is therefore
rather humbling for scientists to remind themselves that the existence
of chemiosmosis has been recognized for only about 40 years.

mitochondria

mitochondria

 

Overview of The Electron Transport Chain

Overview of The Electron Transport Chain

We begin with a look at some of the principles that underlie the electron-transport process, with the aim of explaining how it can pump protons
across a membrane.

Although protons resemble other positive ions such as Na+ and K+
in their movement across membranes, in some respects they are unique.
Hydrogen atoms are by far the most abundant type of atom in living
organisms; they are plentiful not only in all carbon-containing
biological molecules, but also in the water molecules that surround
them. The protons in water are highly mobile, flickering through the
hydrogen-bonded network of water molecules by rapidly
dissociating from one water molecule to associate with its neighbor,
as illustrated in Figure 14-20A. Protons are thought to move across a
protein pump embedded in a lipid bilayer in a similar way: they
transfer from one amino acid side chain to another, following a
special channel through the protein.

Protons are also special with respect to electron transport. Whenever
a molecule is reduced by acquiring an electron, the electron (e -) brings
with it a negative charge. In many cases, this charge is rapidly
neutralized by the addition of a proton (H+) from water, so that
the net effect of the reduction is to transfer an entire hydrogen atom,
H+ + e – (Figure 14-20B). Similarly, when a molecule is oxidized,
a hydrogen atom removed from it can be readily dissociated into
its constituent electron and proton—allowing the electron to
be transferred separately to a molecule that accepts electrons,
while the proton is passed to the water. Therefore, in a membrane
in which electrons are being passed along an electron-transport
chain, pumping protons from one side of the membrane to
another can be relatively simple. The electron carrier merely
needs to be arranged in the membrane in a way that causes it to
pick up a proton from one side of the membrane when it accepts
an electron, and to release the proton on the other side of the
membrane as the electron is passed to the next carrier molecule
in the chain (Figure 14-21).

protons pumped across membranes ch14f21

protons pumped across membranes ch14f21

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f21.gif

Figure 14-21

How protons can be pumped across membranes. As an electron
passes along an electron-transport chain embedded in a lipid-bilayer
membrane, it can bind and release a proton at each step.
In this diagram, electron carrier B picks up a proton (H+)
from one (more…)

e_transfer

e_transfer

The Redox Potential Is a Measure of Electron Affinities

In biochemical reactions, any electrons removed from one
molecule are always passed to another, so that whenever one
molecule is oxidized, another is reduced. Like any other chemical r
eaction, the tendency of such oxidation-reduction reactions, or
redox reactions, to proceed spontaneously depends on the free-
energy change (ΔG) for the electron transfer, which in turn
depends on the relative affinities of the two molecules for electrons.

Because electron transfers provide most of the energy for living
things, it is worth spending the time to understand them. Many
readers are already familiar with acids and bases, which donate
and accept protons (see Panel 2-2, pp. 112–113). Acids and bases
exist in conjugate acid-base pairs, in which the acid is readily
converted into the base by the loss of a proton. For example,
acetic acid (CH3COOH) is converted into its conjugate base
(CH3COO-) in the reaction:

Image ch14e3.jpg

In exactly the same way, pairs of compounds such as NADH and
NAD+ are called redox pairs, since NADH is converted to NAD+
by the loss of electrons in the reaction:

Image ch14e4.jpg

NAD+_NADH

NAD+_NADH

NADH is a strong electron donor: because its electrons are held
in a high-energy linkage, the free-energy change for passing its
electrons to many other molecules is favorable (see Figure 14-9).
It is difficult to form a high-energy linkage. Therefore its redox
partner, NAD+, is of necessity a weak electron acceptor.

The tendency to transfer electrons from any redox pair can be
measured experimentally. All that is required is the formation
of an electrical circuit linking a 1:1 (equimolar) mixture of the
redox pair to a second redox pair that has been arbitrarily selected
as a reference standard, so the voltage difference can be measured
between them (Panel 14-1, p. 784). This voltage difference is
defined as the redox potential; as defined, electrons move
spontaneously from a redox pair like NADH/NAD+ with a low
redox potential (a low affinity for electrons) to a redox pair like
O2/H2O with a high redox potential (a high affinity for electrons).
Thus, NADH is a good molecule for donating electrons to the
respiratory chain, while O2 is well suited to act as the “sink” for
electrons at the end of the pathway. As explained in Panel 14-1,
the difference in redox potential, ΔE0′, is a direct measure of
the standard free-energy change (ΔG°) for the transfer of an
electron from one molecule to another.

Proteins of inner space

Proteins of inner space

energetics-of-cellular-respiration

energetics-of-cellular-respiration

Box Icon

Panel 14-1

Redox Potentials.

Electron Transfers Release Large Amounts of Energy

As just discussed, those pairs of compounds that have the most negative
redox potentials have the weakest affinity for electrons and therefore
contain carriers with the strongest tendency to donate electrons.
Conversely, those pairs that have the most positive redox potentials
have the strongest affinity for electrons and therefore contain carriers
with the strongest tendency to accept electrons. A 1:1 mixture of NADH
and NAD+ has a redox potential of -320 mV, indicating that NADH has
a strong tendency to donate electrons; a 1:1 mixture of H2O and ½O2
has a redox potential of +820 mV, indicating that O2 has a strong
tendency to accept electrons. The difference in redox potential is
1.14 volts (1140 mV), which means that the transfer of each electron
from NADH to O2 under these standard conditions is enormously
favorable, where ΔG° = -26.2 kcal/mole (-52.4 kcal/mole for the two
electrons transferred per NADH molecule; see Panel 14-1). If we
compare this free-energy change with that for the formation of the
phosphoanhydride bonds in ATP (ΔG° = -7.3 kcal/mole, see Figure 2-75), we see that more than enough energy is released by the oxidization
of one NADH molecule to synthesize several molecules of ATP from
ADP and Pi.

 Phosphate dependence of pyruvate oxidation

Phosphate dependence of pyruvate oxidation

Living systems could certainly have evolved enzymes that would
allow NADH to donate electrons directly to O2 to make water in the reaction:

Image ch14e5.jpg

But because of the huge free-energy drop, this reaction would proceed
with almost explosive force and nearly all of the energy would be released
as heat. Cells do perform this reaction, but they make it proceed much
more gradually by passing the high-energy electrons from NADH to
O2 via the many electron carriers in the electron-transport chain.
Since each successive carrier in the chain holds its electrons more
tightly, the highly energetically favorable reaction 2H+ + 2e – + ½O2
→ H2O is made to occur in many small steps. This enables nearly half
of the released energy to be stored, instead of being lost to the
environment as heat.

Spectroscopic Methods Have Been Used to Identify Many Electron
Carriers in the Respiratory Chain

Many of the electron carriers in the respiratory chain absorb visible
light and change color when they are oxidized or reduced. In general,
each has an absorption spectrum and reactivity that are distinct enough
to allow its behavior to be traced spectroscopically, even in crude mixtures.
It was therefore possible to purify these components long before their
exact functions were known. Thus, the cytochromes were discovered
in 1925 as compounds that undergo rapid oxidation and reduction in
living organisms as disparate as bacteria, yeasts, and insects. By observing
cells and tissues with a spectroscope, three types of cytochromes were
identified by their distinctive absorption spectra and designated
cytochromes a, b, and c. This nomenclature has survived, even though
cells are now known to contain several cytochromes of each type and
the classification into types is not functionally important.

The cytochromes constitute a family of colored proteins that are
related by the presence of a bound heme group, whose iron atom
changes from the ferric oxidation state (Fe3+) to the ferrous oxidation
state (Fe2+) whenever it accepts an electron. The heme group consists
of a porphyrin ring with a tightly bound iron atom held by four nitrogen
atoms at the corners of a square (Figure 14-22). A similar porphyrin ring
is responsible for the red color of blood and for the green color of
leaves, being bound to iron in hemoglobin and to magnesium in
chlorophyll, respectively.

The structure of the heme group attached covalently to cytochrome c ch14f22

The structure of the heme group attached covalently to cytochrome c ch14f22

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f22.jpg

Figure 14-22. The structure of the heme group attached covalently
to cytochrome c.

Figure 14-22

The structure of the heme group attached covalently to cytochrome c.
The porphyrin ring is shown in blue. There are five different
cytochromes in the respiratory chain. Because the hemes in different
cytochromes have slightly different structures and (more…)

Iron-sulfur proteins are a second major family of electron carriers. In these
proteins, either two or four iron atoms are bound to an equal number of
sulfur atoms and to cysteine side chains, forming an iron-sulfur center
on the protein (Figure 14-23). There are more iron-sulfur centers than
cytochromes in the respiratory chain. But their spectroscopic detection
requires electron spin resonance (ESR) spectroscopy, and they are less
completely characterized. Like the cytochromes, these centers carry one
electron at a time.

structure of iron sulfur centers ch14f23

structure of iron sulfur centers ch14f23

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f23.jpg

Figure 14-23. The structures of two types of iron-sulfur centers.

Figure 14-23

The structures of two types of iron-sulfur centers. (A) A center of the
2Fe2S type. (B) A center of the 4Fe4S type. Although they contain
multiple iron atoms, each iron-sulfur center can carry only one
electron at a time. There are more than seven different (more…)

The simplest of the electron carriers in the respiratory chain—and
the only one that is not part of a protein—is a small hydrophobic
molecule that is freely mobile in the lipid bilayer known as ubiquinone,
or coenzyme Q. A quinone (Q) can pick up or donate either one or
two electrons; upon reduction, it picks up a proton from the medium
along with each electron it carries (Figure 14-24).

quinone electron carriers ch14f24

quinone electron carriers ch14f24

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f24.jpg

Figure 14-24. Quinone electron carriers.

Figure 14-24

Quinone electron carriers. Ubiquinone in the respiratory chain picks
up one H+ from the aqueous environment for every electron it accepts,
and it can carry either one or two electrons as part of a hydrogen atom
(yellow). When reduced ubiquinone donates (more…)

In addition to six different hemes linked to cytochromes, more than
seven iron-sulfur centers, and ubiquinone, there are also two copper
atoms and a flavin serving as electron carriers tightly bound to respiratory-chain proteins in the pathway from NADH to oxygen. This pathway
involves more than 60 different proteins in all.

As one would expect, the electron carriers have higher and higher
affinities for electrons (greater redox potentials) as one moves along
the respiratory chain. The redox potentials have been fine-tuned
during evolution by the binding of each electron carrier in a particular
protein context, which can alter its normal affinity for electrons. However,
because iron-sulfur centers have a relatively low affinity for electrons,
they predominate in the early part of the respiratory chain; in contrast,
the cytochromes predominate further down the chain, where a higher
affinity for electrons is required.

The order of the individual electron carriers in the chain was
determined by sophisticated spectroscopic measurements (Figure 14-25),
and many of the proteins were initially isolated and characterized as
individual polypeptides. A major advance in understanding the
respiratory chain, however, was the later realization that most of
the proteins are organized into three large enzyme complexes.

path of electrons ch14f25

path of electrons ch14f25

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f25.gif

Figure 14-25. The general methods used to determine the path of
electrons along an electron-transport chain.

Figure 14-25

The general methods used to determine the path of electrons along
an electron-transport chain. The extent of oxidation of electron
carriers a, b, c, and d is continuously monitored by following their
distinct spectra, which differ in their oxidized and (more…)

The Respiratory Chain Includes Three Large Enzyme Complexes
Embedded in the Inner Membrane

Membrane proteins are difficult to purify as intact complexes
because they are insoluble in aqueous solutions, and some of
the detergents required to solubilize them can destroy normal
protein-protein interactions. In the early 1960s, however, it
was found that relatively mild ionic detergents, such as deoxycholate,
can solubilize selected components of the inner mitochondrial
membrane in their native form. This permitted the identification
and purification of the three major membrane-bound respiratory
enzyme complexes in the pathway from NADH to oxygen (Figure 14-26).
As we shall see in this section, each of these complexes acts as an
electron-transport-driven H+ pump; however, they were
initially characterized in terms of the electron carriers that
they interact with and contain:

mitochondrial oxidative phosphorylation

mitochondrial oxidative phosphorylation

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26904/bin/ch14f26.gif

Figure 14-26. The path of electrons through the three respiratory
enzyme complexes.

Figure 14-26

The path of electrons through the three respiratory enzyme complexes.
The relative size and shape of each complex are shown. During the
transfer of electrons from NADH to oxygen (red lines), ubiquinone
and cytochrome c serve as mobile carriers that ferry (more…)

The NADH dehydrogenase complex (generally known as complex I)
is the largest of the respiratory enzyme complexes, containing more
than 40 polypeptide chains. It accepts electrons from NADH and
passes them through a flavin and at least seven iron-sulfur centers
to ubiquinone. Ubiquinone then transfers its electrons to a second
respiratory enzyme complex, the cytochrome b-c1 complex.

The cytochrome b-c1 complex contains at least 11 different
polypeptide chains and functions as a dimer. Each monomer
contains three hemes bound to cytochromes and an iron-sulfur
protein. The complex accepts electrons from ubiquinone
and passes them on to cytochrome c, which carries its electron
to the cytochrome oxidase complex.

The cytochrome oxidase complex also functions as a dimer; each
monomer contains 13 different polypeptide chains, including two
cytochromes and two copper atoms. The complex accepts one electron
at a time from cytochrome c and passes them four at a time to oxygen.

The cytochromes, iron-sulfur centers, and copper atoms can carry
only one electron at a time. Yet each NADH donates two electrons,
and each O2 molecule must receive four electrons to produce water.
There are several electron-collecting and electron-dispersing points
along the electron-transport chain where these changes in electron
number are accommodated. The most obvious of these is cytochrome
oxidase.

An Iron-Copper Center in Cytochrome Oxidase Catalyzes Efficient
O2 Reduction

Because oxygen has a high affinity for electrons, it releases a
large amount of free energy when it is reduced to form water.
Thus, the evolution of cellular respiration, in which O2 is
converted to water, enabled organisms to harness much more
energy than can be derived from anaerobic metabolism. This
is presumably why all higher organisms respire. The ability of
biological systems to use O2 in this way, however, requires a
very sophisticated chemistry. We can tolerate O2 in the air we
breathe because it has trouble picking up its first electron; this
fact allows its initial reaction in cells to be controlled closely by
enzymatic catalysis. But once a molecule of O2 has picked up one
electron to form a superoxide radical (O2 -), it becomes dangerously
reactive and rapidly takes up an additional three electrons wherever
it can find them. The cell can use O2 for respiration only because
cytochrome oxidase holds onto oxygen at a special bimetallic
center, where it remains clamped between a heme-linked iron
atom and a copper atom until it has picked up a total of four electrons.
Only then can the two oxygen atoms of the oxygen molecule be
safely released as two molecules of water (Figure 14-27).

Figure 14-27. The reaction of O2 with electrons in cytochrome oxidase.

Figure 14-27

The reaction of O2 with electrons in cytochrome oxidase. As indicated,
the iron atom in heme a serves as an electron queuing point; this
heme feeds four electrons into an O2 molecule held at the bimetallic
center active site, which is formed by the other (more…)

The cytochrome oxidase reaction is estimated to account for 90%
of the total oxygen uptake in most cells. This protein complex is
therefore crucial for all aerobic life. Cyanide and azide are extremely
toxic because they bind tightly to the cell’s cytochrome oxidase
complexes to stop electron transport, thereby greatly reducing
ATP production.

Although the cytochrome oxidase in mammals contains 13
different protein subunits, most of these seem to have a subsidiary
role, helping to regulate either the activity or the assembly of the
three subunits that form the core of the enzyme. The complete
structure of this large enzyme complex has recently been determined
by x-ray crystallography, as illustrated in Figure 14-28. The atomic
resolution structures, combined with mechanistic studies of the effect
of precisely tailored mutations introduced into the enzyme by genetic
engineering of the yeast and bacterial proteins, are revealing the
detailed mechanisms of this finely tuned protein machine.

Figure 14-28. The molecular structure of cytochrome oxidase.

Figure 14-28

The molecular structure of cytochrome oxidase. This protein
is a dimer formed from a monomer with 13 different protein
subunits (monomer mass of 204,000 daltons). The three colored
subunits are encoded by the mitochondrial genome, and they
form the functional (more…)

Electron Transfers Are Mediated by Random Collisions in
the Inner Mitochondrial Membrane

The two components that carry electrons between the three
major enzyme complexes of the respiratory chain—ubiquinone
and cytochrome c—diffuse rapidly in the plane of the inner
mitochondrial membrane. The expected rate of random collisions
between these mobile carriers and the more slowly diffusing
enzyme complexes can account for the observed rates of electron
transfer (each complex donates and receives an electron about
once every 5–20 milliseconds). Thus, there is no need to postulate
a structurally ordered chain of electron-transfer proteins in the
lipid bilayer; indeed, the three enzyme complexes seem to exist as
independent entities in the plane of the inner membrane, being
present in different ratios in different mitochondria.

The ordered transfer of electrons along the respiratory chain
is due entirely to the specificity of the functional interactions
between the components of the chain: each electron carrier is
able to interact only with the carrier adjacent to it in the sequence
shown in Figure 14-26, with no short circuits.

Electrons move between the molecules that carry them in
biological systems not only by moving along covalent bonds
within a molecule, but also by jumping across a gap as large
as 2 nm. The jumps occur by electron “tunneling,” a quantum-
mechanical property that is critical for the processes we are
discussing. Insulation is needed to prevent short circuits that
would otherwise occur when an electron carrier with a low redox
potential collides with a carrier with a high redox potential. This
insulation seems to be provided by carrying an electron deep
enough inside a protein to prevent its tunneling interactions
with an inappropriate partner.

How the changes in redox potential from one electron carrier
to the next are harnessed to pump protons out of the mitochondrial
matrix is the topic we discuss next.

A Large Drop in Redox Potential Across Each of the Three Respiratory
Enzyme Complexes Provides the Energy for H+ Pumping

We have previously discussed how the redox potential reflects
electron affinities (see p. 783). An outline of the redox potentials
measured along the respiratory chain is shown in Figure 14-29.
These potentials drop in three large steps, one across each major
respiratory complex. The change in redox potential between any
two electron carriers is directly proportional to the free energy
released when an electron transfers between them. Each enzyme
complex acts as an energy-conversion device by harnessing some
of this free-energy change to pump H+ across the inner membrane,
thereby creating an electrochemical proton gradient as electrons
pass through that complex. This conversion can be demonstrated
by purifying each respiratory enzyme complex and incorporating
it separately into liposomes: when an appropriate electron donor
and acceptor are added so that electrons can pass through the complex,
H+ is translocated across the liposome membrane.

Figure 14-29. Redox potential changes along the mitochondrial
electron-transport chain.

Figure 14-29

Redox potential changes along the mitochondrial electron-transport
chain. The redox potential (designated E′0) increases as electrons
flow down the respiratory chain to oxygen. The standard free-energy
change, ΔG°, for the transfer (more…)

The Mechanism of H+ Pumping Will Soon Be Understood in
Atomic Detail

Some respiratory enzyme complexes pump one H+ per electron
across the inner mitochondrial membrane, whereas others pump
two. The detailed mechanism by which electron transport is coupled
to H+ pumping is different for the three different enzyme complexes.
In the cytochrome b-c1 complex, the quinones clearly have a role.
As mentioned previously, a quinone picks up a H+ from the aqueous
medium along with each electron it carries and liberates it when it
releases the electron (see Figure 14-24). Since ubiquinone is freely
mobile in the lipid bilayer, it could accept electrons near the inside
surface of the membrane and donate them to the cytochrome b-c1
complex near the outside surface, thereby transferring one H+
across the bilayer for every electron transported. Two protons are
pumped per electron in the cytochrome b-c1 complex, however, and
there is good evidence for a so-called Q-cycle, in which ubiquinone
is recycled through the complex in an ordered way that makes this
two-for-one transfer possible. Exactly how this occurs can now be
worked out at the atomic level, because the complete structure of
the cytochrome b-c1 complex has been determined by x-ray
crystallography (Figure 14-30).

Figure 14-30. The atomic structure of cytochrome b-c 1.

Figure 14-30

The atomic structure of cytochrome b-c 1. This protein is a dimer.
The 240,000-dalton monomer is composed of 11 different protein
molecules in mammals. The three colored proteins form the
functional core of the enzyme: cytochrome b (green), cytochrome (more…)

Allosteric changes in protein conformations driven by electron
transport can also pump H+, just as H+ is pumped when ATP
is hydrolyzed by the ATP synthase running in reverse. For both the
NADH dehydrogenase complex and the cytochrome oxidase complex,
it seems likely that electron transport drives sequential allosteric
changes in protein conformation that cause a portion of the protein
to pump H+ across the mitochondrial inner membrane. A general
mechanism for this type of H+ pumping is presented in Figure 14-31.

Figure 14-31. A general model for H+ pumping.

Figure 14-31

A general model for H+ pumping. This model for H+ pumping
by a transmembrane protein is based on mechanisms that are
thought to be used by both cytochrome oxidase and the light-driven
procaryotic proton pump, bacteriorhodopsin. The protein
is driven through (more…)

H+ Ionophores Uncouple Electron Transport from ATP Synthesis

Since the 1940s, several substances—such as 2,4-dinitrophenol—
have been known to act as uncoupling agents, uncoupling electron
transport from ATP synthesis. The addition of these low-molecular-weight organic compounds to cells stops ATP synthesis by mitochondria
without blocking their uptake of oxygen. In the presence of an
uncoupling agent, electron transport and H+ pumping continue at
a rapid rate, but no H+ gradient is generated. The explanation for
this effect is both simple and elegant: uncoupling agents are lipid-
soluble weak acids that act as H+ carriers (H+ ionophores), and
they provide a pathway for the flow of H+ across the inner mitochondrial
membrane that bypasses the ATP synthase. As a result of this short-
circuiting, the proton-motive force is dissipated completely, and
ATP can no longer be made.

Respiratory Control Normally Restrains Electron Flow
Through the Chain

When an uncoupler such as dinitrophenol is added to cells,
mitochondria increase their oxygen uptake substantially because
of an increased rate of electron transport. This increase reflects
the existence of respiratory control. The control is thought to
act via a direct inhibitory influence of the electrochemical proton
gradient on the rate of electron transport. When the gradient is
collapsed by an uncoupler, electron transport is free to run unchecked
at the maximal rate. As the gradient increases, electron transport
becomes more difficult, and the process slows. Moreover, if an
artificially large electrochemical proton gradient is experimentally
created across the inner membrane, normal electron transport
stops completely, and a reverse electron flow can be detected in
some sections of the respiratory chain. This observation suggests
that respiratory control reflects a simple balance between the
free-energy change for electron-transport-linked proton pumping
and the free-energy change for electron transport—that is, the
magnitude of the electrochemical proton gradient affects both
the rate and the direction of electron transport, just as it affects
the directionality of the ATP synthase (see Figure 14-19).

Respiratory control is just one part of an elaborate interlocking
system of feedback controls that coordinate the rates of glycolysis,
fatty acid breakdown, the citric acid cycle, and electron transport.
The rates of all of these processes are adjusted to the ATP:ADP ratio,
increasing whenever an increased utilization of ATP causes the ratio
to fall. The ATP synthase in the inner mitochondrial membrane,
for example, works faster as the concentrations of its substrates
ADP and Pi increase. As it speeds up, the enzyme lets more H+ flow
into the matrix and thereby dissipates the electrochemical proton
gradient more rapidly. The falling gradient, in turn, enhances the
rate of electron transport.

Similar controls, including feedback inhibition of several key enzymes
by ATP, act to adjust the rates of NADH production to the rate of
NADH utilization by the respiratory chain, and so on. As a result of
these many control mechanisms, the body oxidizes fats and sugars
5–10 times more rapidly during a period of strenuous exercise than
during a period of rest.

Natural Uncouplers Convert the Mitochondria in Brown Fat into
Heat-generating Machines

In some specialized fat cells, mitochondrial respiration is normally
uncoupled from ATP synthesis. In these cells, known as brown fat
cells, most of the energy of oxidation is dissipated as heat rather
than being converted into ATP. The inner membranes of the large
mitochondria in these cells contain a special transport protein that
allows protons to move down their electrochemical gradient, by-
passing ATP synthase. As a result, the cells oxidize their fat stores
at a rapid rate and produce more heat than ATP. Tissues containing
brown fat serve as “heating pads,” helping to revive hibernating animals
and to protect sensitive areas of newborn human babies from the cold.

Bacteria Also Exploit Chemiosmotic Mechanisms to Harness Energy

Bacteria use enormously diverse energy sources. Some, like animal
cells, are aerobic; they synthesize ATP from sugars they oxidize to
CO2 and H2O by glycolysis, the citric acid cycle, and a respiratory
chain in their plasma membrane that is similar to the one in the
inner mitochondrial membrane. Others are strict anaerobes, deriving
their energy either from glycolysis alone (by fermentation) or from an
electron-transport chain that employs a molecule other than oxygen
as the final electron acceptor. The alternative electron acceptor can
be a nitrogen compound (nitrate or nitrite), a sulfur compound
(sulfate or sulfite), or a carbon compound (fumarate or carbonate),
for example. The electrons are transferred to these acceptors by a
series of electron carriers in the plasma membrane that are comparable
to those in mitochondrial respiratory chains.

Despite this diversity, the plasma membrane of the vast majority of
bacteria contains an ATP synthase that is very similar to the one in
mitochondria. In bacteria that use an electron-transport chain to
harvest energy, the electron-transport pumps H+ out of the cell and
thereby establishes a proton-motive force across the plasma membrane
that drives the ATP synthase to make ATP. In other bacteria, the
ATP synthase works in reverse, using the ATP produced by glycolysis
to pump H+ and establish a proton gradient across the plasma
membrane. The ATP used for this process is generated by
fermentation processes (discussed in Chapter 2).

Thus, most bacteria, including the strict anaerobes, maintain a proton
gradient across their plasma membrane. It can be harnessed to drive
a flagellar motor, and it is used to pump Na+ out of the bacterium via
a Na+-H+ antiporter that takes the place of the Na+-K+ pump of
eucaryotic cells. This gradient is also used for the active inward transport
of nutrients, such as most amino acids and many sugars: each nutrient is
dragged into the cell along with one or more H+ through a specific symporter
(Figure 14-32). In animal cells, by contrast, most inward transport across
the plasma membrane is driven by the Na+ gradient that is established by the
Na+-K+ pump.

Figure 14-32. The importance of H+-driven transport in bacteria.

Figure 14-32

The importance of H+-driven transport in bacteria. A proton-motive force
generated across the plasma membrane pumps nutrients into the cell and
expels Na+. (A) In an aerobic bacterium, an electrochemical proton gradient
across the plasma membrane is produced (more…)

Some unusual bacteria have adapted to live in a very alkaline
environment and yet must maintain their cytoplasm at a physiological
pH. For these cells, any attempt to generate an electrochemical H+
gradient would be opposed by a large H+ concentration gradient in
the wrong direction (H+ higher inside than outside). Presumably for
this reason, some of these bacteria substitute Na+ for H+ in all of their
chemiosmotic mechanisms. The respiratory chain pumps Na+ out of
the cell, the transport systems and flagellar motor are driven by an
inward flux of Na+, and a Na+-driven ATP synthase synthesizes
ATP. The existence of such bacteria demonstrates that the principle
of chemiosmosis is more fundamental than the proton-motive force
on which it is normally based.

Summary

The respiratory chain in the inner mitochondrial membrane contains
three respiratory enzyme complexes through which electrons pass on
their way from NADH to O2.

Each of these can be purified, inserted into synthetic lipid vesicles,
and then shown to pump H+ when electrons are transported through it.
In the intact membrane, the mobile electron carriers ubiquinone and
cytochrome c complete the electron-transport chain by shuttling between
the enzyme complexes. The path of electron flow is NADH → NADH
dehydrogenase complex → ubiquinone → cytochrome b-c1 complex →
cytochrome c → cytochrome oxidase complex → molecular oxygen (O2).

The respiratory enzyme complexes couple the energetically favorable
transport of electrons to the pumping of H+ out of the matrix. The
resulting electrochemical proton gradient is harnessed to make ATP
by another transmembrane protein complex, ATP synthase, through
which H+ flows back into the matrix. The ATP synthase is a reversible
coupling device that normally converts a backflow of H+ into ATP
phosphate bond energy by catalyzing the reaction ADP + Pi → ATP,
but it can also work in the opposite direction and hydrolyze ATP to
pump H+ if the electrochemical proton gradient is sufficiently reduced.
Its universal presence in mitochondria, chloroplasts, and procaryotes
testifies to the central importance of chemiosmotic mechanisms in cells.

By agreement with the publisher, this book is accessible by the search
feature, but cannot be browsed.

Copyright © 2002, Bruce Alberts, Alexander Johnson, Julian Lewis,
Martin Raff, Keith Roberts, and Peter Walter; Copyright © 1983, 1989,
1994, Bruce Alberts, Dennis Bray, Julian Lewis, Martin Raff, Keith
Roberts, and James D. Watson .

Read Full Post »


The Colors of Life Function

Writer and Curator: Larry H. Bernstein, MD, FCAP 

2.5.1 Type 1 Copper Proteins

The Cu(II) state of this category has an intense blue color due to a thiolate ligand
to Cu(II) charge transfer, and unusual EPR properties arising from the asymmetrical
Cu site (distorted trigonal-pyramidal). The proteins all have a low molecular
mass and have, so far, rather arbitrarily been divided into sub-groups, such as
azurins, plastocyanins, pseudoazurins, amicyanins and various other blue
proteins. Of these the azurins, amicyanins, pseudo-azurins and plastocyanins
apparently have similar copper coordination by two histidine, one cysteine and
one methionine residue. Where the function of Type I copper proteins is known,
it is invariably electron transfer. As yet the names for these proteins are all trivial
and are often derived from source, function or color. The different classes are
usually discerned on the basis of their primary and tertiary structure.

The first bacterial blue proteins to be described were called azurins. Rusticyanin is
another example of a bacterial protein. It has unusual properties with a reduction
potential of 680 mV, and is functional at pH 2. The azurins have well-defined electron
-transfer functions.

The so-called pseudo-azurins differ from the azurins in the N-terminal amino acid
sequence and the optical spectra, which resemble those of plastocyanins.

The blue proteins known as plastocyanins occur in plants, blue-green and green
algae. Their electron transfer role is well defined, i.e. from the bc1 complex
(EC 1.10.2.2) to the photooxidized P-700.

Amicyanins are electron carriers between methylamine dehydrogenase and
cytochrome c, with a characteristic amino acid sequence.

Of the remaining blue proteins stellacyanin is a well- known example. Umecyanin,
plantacyanin and mavicyanin are also considered to belong to this group.
Although these proteins undergo redox reactions in vitro, their true biological
function remains unknown. Most of these proteins exhibit an unusual EPR signal
in which the copper hyperfine splitting pattern is poorly resolved. There is good
evidence that at least for stellacyanin, methionine does not function as a ligand
for copper.

2.5.2 Type 2 Copper Proteins

The copper centres in these proteins are spectroscopically consistent with square
planar or pyramidal coordination, containing oxygen and/or nitrogen ligation.
The Cu(II) is EPR active, with a ‘normal’ signal. There is no intense blue color.
This group includes the copper/zinc superoxide dismutase (EC 1.15.1.1),
dopamine b-monooxygenase (EC 1.14.17.1), galactose oxidase (EC 1.1.3.9)
and the various copper-containing amine oxidases. Some members of this last
group may also contain an organic prosthetic group, such as PQQ
(see section 10), or a modified amino-acid residue.

2.5.3 Type 3 Copper Proteins

In this group a pair of copper atoms comprise a dinuclear centre, with no EPR
activity as for single Cu’s. The best known example of an enzyme containing a
single Type 3 centre is tyrosinase (catechol oxidase, EC 1.10.3.1). This protein
contains a metal center which is a structural analogue of the dinuclear copper
center in hemocyanin (ref 31).

2.5.4 Multi-Copper Oxidases

In addition to the above, there are several proteins with catalytic activity that
contain Types 1, 2 and 3 centres in various stoichiometric ratios. These
include L-ascorbate oxidase (EC 1.10.3.3), laccase (EC 1.10.3.2) and
ceruloplasmin (ferro-oxidase, EC 1.16.3.1), the latter two having aromatic diamine
and diphenol oxidase activity. There is growing evidence that in these proteins
the Type 2 and Type 3 copper centres are juxtaposed. Recently it has been
shown that in L-ascorbate oxidase, a trinuclear copper site is present, consisting
of a type 3 copper site, very close (3.9 Å) and possibly bridged to a type 2 copper
site (ref 32). There is a view that ceruloplasmin functions as a ferro-oxidase
and the Fe(III) produced in this reaction can then oxidize the same substrates
as laccase.

2.5.5 Copper Centres in Cytochrome Oxidase

There are two copper centres that appear to be unique. Both are present in
cytochrome-c oxidase (EC 1.9.3.1). The first appears to be an isolated metal ion
and has been referred to as Cud and CuA. The second appears to be part
of a dinuclear centre with cytochrome a3. It has been referred to as Cuu,
Cua3 and CuB. At the moment the ascriptions CuA and CuB are most frequently
used; however, the recent discovery (ref 33) of a cytochrome oxidase in which
cytochrome a has been replaced by cytochrome b, leads to the recommendation
that CuB shall be referred to as Cua3.

There is a striking similarity between two of the Cu centres of N2O reductase
and CuA (ref 34, 35).

2.5.6 Molybdenum enzymes (general)

Molybdenum enzymes contain molybdenum at the catalytic center responsible
for reaction with substrate. They may be divided into those that contain
the iron-molybdenum cofactor and those that contain the pterin-molybdenum
cofactor.

2.5.7 Additional centers

If a molybdenum enzyme contains flavin, it may be called either a molybdenum
flavoprotein or a flavomolybdenum protein, as indicated above. Other centers
should be treated similarly, e.g. an iron-sulfur molybdenum protein.

2.5.8 Molybdenum enzymes containing the iron-molybdenum cofactor

The only enzymes at present known to belong to this group are the nitrogenases
(EC 1.18.6.1; and EC 1.19.6.1): see pp 89-116 in (ref 36) and pp 91-100 in (ref 37).

2.5.9 Molybdenum enzymes containing the pterin-molybdenum cofactor

These enzymes [see pp 411-415 in (ref 36) and (ref 38)] may be divided
into those in which the molybdenum bears a cyanide-labile sulfido (or thio
– see Note 1) ligand i.e. containing the S2- ligand as Mo=S) and those
lacking this ligand. The former group includes xanthine oxidase (EC 1.1.3.22),
xanthine dehydrogenase (EC 1.1.1.204), aldehyde oxidase (EC 1.2.3.1) and
purine hydroxylase (EC: see Note 2 and 3). These may be called ‘molybdenum-
containing hydroxylase’ as is widely done. Molybdenum enzymes lacking the
sulfide (thio) ligand include sulfite oxidase (EC 1.8.3.1), NAD(P)+-independent
aldehyde dehydrogenase and nitrate reductases (assimilatory and dissimilatory)
(EC 1.6.6.1-3).

2.5.10 Molybdenum enzymes containing the pterin-molybdenum cofactor

These enzymes [see pp 411-415 in (ref 36) and (ref 38)] may be divided into those
in which the molybdenum bears a cyanide-labile sulfido (or thio – see Note 1)
ligand i.e. containing the S2- ligand as Mo=S) and those lacking this ligand. The
former group includes xanthine oxidase (EC 1.1.3.22), xanthine dehydrogenase
(EC 1.1.1.204), aldehyde oxidase (EC 1.2.3.1) and purine hydroxylase. These
may be called ‘molybdenum-containing hydroxylase’ as is widely done.
Molybdenum enzymes lacking the sulfide (thio) ligand include sulfite oxidase
(EC 1.8.3.1), NAD(P)+-independent aldehyde dehydrogenase and nitrate
reductases (assimilatory and dissimilatory) (EC 1.6.6.1-3).

2.5.11 Metal-Substituted Metalloproteins

Scientists from several areas, dealing with spectroscopy and electron-transfer
mechanisms, often use metalloproteins in which a metal at the active site has
been substituted by another metal ion, like Co, Zn, Hg, Cd. Examples are zinc-
substituted cytochromes and cobalt-substituted ferredoxins.

The names for such modified proteins are easily given by using indications
like: ‘zinc-substituted ….’. In case of multi-metal proteins, where ambiguity might
arise about which metal has been substituted, one could easily add in parentheses
the name of the metal that has been replaced, such as: cobalt- substituted [Fe]
nitrogenase.

In formulae fragments or short names one could use the following notation:
[3Fe1Co-4S]2+, cytochrome c'[Fe[arrow right]CoFe], plastocyanin[Cu
[arrow right]Hg].

Ambler, R.P. (1980) in From Cyclotrons to Cytochromes (Kaplan, N.O. &
Robinson, A., eds) Academic Press, New York

Moore, G. & Pettigrew, F.(1987) Cytochromes c, Springer-Verlag, Berlin

Bartsch, R.G. (1963) in Bacterial Photosynthesis (Gest, H., San Pietro, A. &
Vernon, L.P., ed.) p. 315, Antioch Press, Yellow Springs, Ohio.

Stiefel, E.I. & Cramer, S.P. (1985) in Molybdenum Enzymes (Spiro, T.G., ed.),
Wiley-Interscience, New York, 89-116.

Smith B.E. et al. (1988), in Nitrogen Fixation Hundred Years After (Bothe,
H., de Bruijn, F.J. & Newton, W.E., ed.), Gustav Fischer, Stuttgart, New York,
91-100

Type-2 copper-containing enzymes.
MacPherson IS1, Murphy ME.
Cell Mol Life Sci. 2007 Nov;64(22):2887-99.

Type-2  Cu sites are found in all the major branches of life and are often
involved in the catalysis of oxygen species. Four type-2 Cu protein
families are selected as model systems for review: amine oxidases,
Cu monooxygenases, nitrite reductase/multicopper oxidase, and
CuZn superoxide dismutase. For each model protein, the availability
of multiple crystal structures and detailed enzymological studies provides
a detailed molecular view of the type-2 Cu site and delineation of the
mechanistic role of the Cu in biological function. Comparison of these
model proteins leads to the identification of common properties of the
Cu sites and insight into the evolution of the trinuclear active site found
in multicopper oxidases.

Copper proteins and copper enzymes.
Cass AE, Hill HA.
Ciba Found Symp. 1980;79:71-91.
http://www.chm.bris.ac.uk/motm/caeruloplasmin/copper_proteins/t1.htm

The copper proteins that function in homeostasis, electron transport, dioxygen
transport and oxidation are discussed. Particular emphasis is placed on the
role of the ligands, their type and disposition which, in conjunction with other
residues in the active site, determine the role of the copper ion. It is proposed that
copper proteins can be considered in four groups. Those in Group I contain a
single copper ion in an approximately tetrahedral environment with nitrogen and
sulphur-containing ligands. Group II proteins have a single copper ion in a square-
planar-like arrangement. Group III proteins have two copper ions in close
proximity. Group IV consists of multi-opper proteins, composed of sites
representative of the other three groups.

Such centers owe their name to the intense blue coloration of the corresponding
Cu(II) proteins. The color is particularly distinctive since the metal centers are
so optically diluted in these metalloenzymes that only intense absorption in the
visible region, resulting from symmetry allowed electronic transitions, can give
rise to conspicuous colors. In contrast, the comparatively pale blue color of normal
Cu(II)) is the result of forbidden electronic transitions between d-orbitals of
different symmetry; in Cu2+(aq) this gives a molar extinction coefficient of
10 M-1cm-1 from a broad absorption between 10,000 cm-1 and 15,000 cm-1
compared to about 3000 M-1cm-1 observed for blue Cu(II) centers.  For the
T1 centers the intense absorption is attributed to a ligand-to-metal charge
transfer between the Cu2+ and a bonded cysteinate ligand. Typically, as in
azurin or plastocyanin this occurs around 16,000 cm-1. Ceruloplasmin has
three T1 centers, and the blue absorption is at 16,400 cm-1 (610nm).

Plastocyanine geometry

around the copper Crystal structures show a very irregular ‘tetrahedral’ coordination
with two sulphurs from methionine and cysteinate, and two histidine nitrogens.
However a comparison of azurin with plastocyanin shows that the geometry
is in some ways closer to a trigonal bipyramid, with and without one extra apical
ligand, so that azurin has a weakly bound glutamine oxygen, and plastocyanine
does not. The T1 coppers in caruloplasmin are in plastocyanine-type domains.
Each of these are coordinated to two histidines and a cysteine, in two of the T1
domains there is also a methionine residue, the third T1 domain has a leucine
residue which may only have a van der Waals type contact with the copper.

T1 copper centers are functional in the reversible electron transfer:

Cu2+ + e-   =   Cu+

The strongly distorted geometry represents a compromise (entactic-state
situation) between d10 Cu(I), with its preferred tetrahedral or trigonal
coordination through soft sulfur ligands, and d9 Cu(II) with preferential
square planar or square pyramidal geometry and nitrogen ligand
coordination.   This irregular, high energy arrangement at the metal
center resembles the transition-state geometry between the tetrahedral
and square planar equilibrium configurations of the two oxidation states
involved and permits enhanced rates of electron transfer. The potential
range for proteins with T1 copper centers runs from 180 mV in
stellacyanin to 680 mV in rusticyanin.

Zinc proteins: enzymes, storage proteins, transcription factors, and replication
proteins.
Coleman JE.
Annu Rev Biochem. 1992;61:897-946.

In the past five years there has been a great expansion in our knowledge of
the role of zinc in the structure and function of proteins. Not only is zinc
required for essential catalytic functions in enzymes (more than 300 are known
at present), but also it stabilizes and even induces the folding of protein
subdomains. The latter functions have been most dramatically illustrated
by the discovery of the essential role of zinc in the folding of the DNA-binding
domains of eukaryotic transcription factors, including the zinc
finger transcription factors, the large family of hormone receptor proteins,
and the zinc cluster transcription factors from yeasts. Similar functions are
highly probable for the zinc found in the RNA polymerases and the zinc-
containing accessory proteins involved in nucleic acid replication. The rapid
increase in the number and nature of the proteins in which zinc functions
is not unexpected since zinc is the second most abundant trace metal found in
eukaryotic organisms, second only to iron. If one subtracts the amount of iron
found in hemoglobin, zinc becomes the most abundant trace metal found
in the human body.

Zinc Coordination Spheres in Protein Structures
ACS ChemWorx
Mikko Laitaoja , Jarkko Valjakka , and Janne Jänis
Inorg. Chem., 2013, 52 (19), pp 10983–10991
http://dx.doi.org:/10.1021/ic401072d
Sept 23, 2013

Synopsis
A statistical analysis in terms of zinc coordinating amino acids, metal-to-ligand
bond lengths, coordination number, and structural classification was performed,
revealing coordination spheres from classical tetrahedral cysteine/histidine binding
sites to more complex binuclear sites with carboxylated lysine residues. According
to the results, coordination spheres of hundreds of crystal structures in the PDB
could be misinterpreted due to symmetry-related molecules or missing electron
densities for ligands.

Protein-folding location can regulate manganese-binding versus copper- or
zinc-binding.
Tottey S, Waldron KJ, Firbank SJ, Reale B, Bessant C, Sato K, Cheek TR, et al.
Nature. 2008 Oct 23;455(7216):1138-42. http://dx.doi.org:/10.1038/nature07340

Metals are needed by at least one-quarter of all proteins. Although metallo-
chaperones insert the correct metal into some proteins, they have not been
found for the vast majority, and the view is that most metalloproteins acquire
their metals directly from cellular pools. However, some metals form more
stable complexes with proteins than do others. For instance, as described
in the Irving-Williams series, Cu(2+) and Zn(2+) typically form more stable
complexes than Mn(2+). Thus it is unclear what cellular mechanisms manage
metal acquisition by most nascent proteins. To investigate this question, we
identified the most abundant Cu(2+)-protein, CucA (Cu(2+)-cupin A), and the
most abundant Mn(2+)-protein, MncA (Mn(2+)-cupin A), in the periplasm of
the cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. Each of these newly identified
proteins binds its respective metal via identical  ligands within a cupin fold.
Consistent with the Irving-Williams series, MncA only binds Mn(2+) after
folding in solutions containing at least a 10(4) times molar excess of Mn(2+)
over Cu(2+) or Zn(2+). However once MncA has bound Mn(2+), the metal
does not exchange with Cu(2+). MncA and CucA have signal peptides for
different export pathways into the periplasm, Tat and Sec respectively. Export
by the Tat pathway allows MncA to fold in the cytoplasm, which contains only
tightly bound copper or Zn(2+) (refs 10-12) but micromolar Mn(2+) (ref. 13). In
contrast, CucA folds in the periplasm to acquire Cu(2+). These results reveal
a mechanism whereby the compartment in which a protein folds overrides its
binding preference to control its metal content. They explain why the cytoplasm
must contain only tightly bound and buffered copper and Zn(2+).

Predicting copper-, iron-, and zinc-binding proteins in pathogenic species of the
Paracoccidioides genus
GB Tristão, L do Prado Assunção, LPA dos Santos, CL Borges, MG Silva-Bailão,
CM de Almeida Soares, G Cavallaro and AM Bailão*
Front. Microbiol., 9 Jan 2015 http://dx.doi.org:/10.3389/fmicb.2014.00761

Approximately one-third of all proteins have been estimated to contain at least
one metal cofactor, and these proteins are referred to as metalloproteins. These
represent one of the most diverse classes of proteins, containing metal ions that
bind to specific sites to perform catalytic, regulatory and structural functions.
Bioinformatic tools have been developed to predict metalloproteins encoded by
an organism based only on its genome sequence. Its function and the type of
metal binder can also be predicted via a bioinformatics approach.  Paracoccidioides
complex includes termodimorphic pathogenic fungi that are found as saprobic
mycelia in the environment and as yeast, the parasitic form, in host tissues. They
are the etiologic agents of Paracoccidioidomycosis, a prevalent systemic mycosis
in Latin America. Many metalloproteins are important for the virulence of several
pathogenic microorganisms. Accordingly, the present work aimed to predict the
copper, iron and zinc proteins encoded by the genomes of three phylogenetic species
of Paracoccidioides (Pb01, Pb03, andPb18). The metalloproteins were identified
using bioinformatics approaches based on structure, annotation and domains. Cu-,
Fe-, and Zn-binding proteins represent 7% of the total proteins encoded by
Paracoccidioides spp. genomes. Zinc proteins were the most abundant metallo-
proteins, representing 5.7% of the fungus proteome, whereas copper and iron
proteins represent 0.3 and 1.2%, respectively. Functional classification revealed that
metalloproteins are related to many cellular processes. Furthermore, it was observed
that many of these metalloproteins serve as virulence factors in the biology of the
fungus. Thus, it is concluded that the Cu, Fe, and Zn metalloproteomes of the
Paracoccidioides spp. are of the utmost importance for the biology and virulence
of these particular human pathogens.

Zinc finger proteins: new insights into structural and functional diversity
John H Laity, Brian M Lee, Peter E Wright
Current Opinion in Structural Biology Feb 2001; 11(1): 39–46
http://epigenie.com/key-epigenetic-players/chromatin-modifying-and-dna-
binding-proteins/zinc-finger-proteins/

Zinc finger proteins are among the most abundant proteins in eukaryotic genomes.
Their functions are extraordinarily diverse and include DNA recognition, RNA
packaging, transcriptional activation, regulation of apoptosis, protein folding
and assembly, and lipid binding. Zinc finger structures are as diverse as their
functions. Structures have recently been reported for many new zinc finger
domains with novel topologies, providing important insights into structure/function
relationships. In addition, new structural studies of proteins containing the
classical Cys2His2 zinc finger motif have led to novel insights into mechanisms
of DNA binding and to a better understanding of their broader functions in
transcriptional regulation.

Zinc Finger Proteins

Zinc finger (ZnF) proteins are a massive, diverse family of proteins that serve a
wide variety of biological functions. Due to their diversity, it is difficult to come up
with a simple definition of what unites all ZnF proteins; however, the most common
approach is to define them as all small, functional domains that require coordination
by at least one zinc ion (Laity et al., 2001). The zinc ion serves to stabilize the
integration of the protein itself, and is generally not involved in binding targets.
The “finger” refers to the secondary structures (α-helix and β-sheet) that are
held together by the Zn ion. Zinc finger containing domains typically serve
as interactors, binding DNA, RNA, proteins or small molecules (Laity et al., 2001).

ZnF Protein Families

Cys2His2 was the first domain discovered (also known as Krüppel-type). It was
initially discovered as a repeating domain in the IIIA transcription factor in
Xenopus laevis (Brown et al., 1985; Miller et al., 1985). IIIA has nine repeats
of the 30 amino acids that make up the Cys2His2 domain. Each domain forms
a left-handed ββα secondary structure, and coordinates a Zn ion between
two cysteines on the β-sheet hairpin and two histidines in the α-helix, hence
the name Cys2His2 (Lee et al., 1989). These resides are highly conserved,
as well as a general hydrophobic core that allows the helix to form. The other
residues can show great sequence diversity (Michael et al., 1992). Cys2His2
zinc fingers that bind DNA tend to have 2-4 tandem domains as part of a
larger protein. The residues of the alpha helices form specific contacts with a
specific DNA sequence motif by “reading” the nucleotides in major groove
of DNA (Elrod-Erickson et al., 1996; Pavletich and Pabo, 1991). Cys2His2
proteins are the biggest group of transcription factors in most species. Non-
DNA binding proteins can have much more flexible tertiary structure.
Examples of Cys2His2 proteins include the Inhibitor of Apoptosis (IAP) family
of proteins and the CTFC transcription factor.

Treble clef fingers are a very diverse group of ZnF protiens both in terms of
structure and function. What makes them a family is a shared fold at their core
that looks a little like a musical treble clef, especially if you squint (Grishin,
2001). Most treble clef finger motifs have a β hairpin, a variable loop region,
a β hairpin, and an α helix. The “knuckle” of the β hairpin and the α helix contain
the Cys-x-x-Cys sequence necessary to coordinate the Zn ion. Treble clef
fingers often form the core of protein structures, for example the L24E and
S14 ribosomal proteins and the RING finger family.

Zinc ribbons are a little less structurally complex than the other two major groups.
Zinc ribbons contain two zinc knuckles, often β hairpins, coordinating a zinc ion via
a two Cys residures separated by 2-4 other residues on one knuckle, and a Cys-x-x-
Cys on the other (Hahn and Roberts, 2000). Examples of zinc ribbon-containing
proteins include the basal transcription factors TFIIS and TFIIB that for a complex
with RNAPII to bind DNA, and the Npl4 nuclear core protein that uses a zinc ribbon
to bind ubiquitin (Alam et al., 2004). Cys2His2, treble clef fingers, and zinc ribbons
form the majority of zinc fingers, but there are several other smaller groups that
don’t fit neatly into these three. Green fluorescent protein as a marker for gene
expression.

Metallothionein proteins expression, copper and zinc concentrations, and lipid
peroxidation level in a rodent model for amyotrophic lateral sclerosis
E Tokuda, Shin-Ichi Ono,  K Ishige, A Naganuma, Y Ito, T Suzuki
Toxicology Jan 2007; 229(1–2): 33–41

It has been hypothesized that copper-mediated oxidative stress contributes to the
pathogenesis of familial amyotrophic lateral sclerosis (ALS), a fatal motor neuron
disease in humans. To verify this hypothesis, we examined the copper and zinc
concentrations and the amounts of lipid peroxides, together with that of the
expression of metallothionein (MT) isoforms in a mouse model [superoxide
dismutase1 transgenic (SOD1 Tg) mouse] of ALS. The expression of MT-I and
MT-II (MT-I/II) isoforms were measured together with Western blotting, copper
level, and lipid peroxides amounts increased in an age-dependent manner in the
spinal cord, the region responsible for motor paralysis. A significant increase was
already seen as early as 8-week-old SOD1 Tg mice, at which time the mice had not
yet exhibited motor paralysis, and showed a further increase at 16 weeks of age,
when paralysis was evident. Inversely, the spinal zinc level had significantly
decreased at both 8 and 16 weeks of age. The third isoform, the MT-III level,
remained at the same level as an 8-week-old wild-type mouse, finally increasing
to a significant level at 16 weeks of age. It has been believed that a mutant SOD1
protein, encoded by a mutant SOD1, gains a novel cytotoxic function while
maintaining its original enzymatic activity, and causes motor neuron death
(gain-of-toxic function). Copper-mediated oxidative stress seems to be a probable
underlying pathogenesis of gain-of-toxic function. Taking the above current
concepts and the classic functions of MT into account, MTs could have a disease
modifying property: the MT-I/II isoform for attenuating the gain-of-toxic function
at the early stage of the disease, and the MT-III isoform at an advanced stage.

Prion protein expression level alters regional copper, iron and zinc content in
the mouse brain
MJ Pushie,  IJ Pickering, GR Martin, S Tsutsui, FR Jirik and GN George
Metallomics, 2011,3, 206-214 http://dx.doi.org:/10.1039/C0MT00037J

The central role of the prion protein (PrP) in a family of fatal neurodegenerate
diseases has garnered considerable research interest over the past two decades.
Moreover, the role of PrP in neuronal development, as well as its apparent role
in metal homeostasis, is increasingly of interest. The host-encoded form of the
prion protein (PrPC) binds multiple copper atoms via its N-terminal domain
and can influence brain copper and iron levels. The importance of PrPC to the
regulation of brain metal homeostasis and metal distribution, however, is not
fully understood. We therefore employed synchrotron-based X-ray fluorescence
imaging to map the level and distributions of several key metals in the brains of
mice that express different levels of PrPC. Brain sections from wild-type, prion
gene knockout (Prnp−/−) and PrPC over-expressing mice revealed striking
variation in the levels of iron, copper, and even zinc in specific brain regions as
a function of PrPC expression. Our results indicate that one important function
of PrPC may be to regulate the amount and distribution of specific metals within
the central nervous system. This raises the possibility that PrPC levels, or its
activity, might regulate the progression of diseases in which altered metal
homeostasis is thought to play a pathogenic role such as Alzheimer’s,
Parkinson’s and Wilson’s diseases and disorders such as hemochromatosis.

Zinc & Copper Imbalances: Immense Biochemical Implications
Mar 27, 2013 by Michael McEvoy
http://metabolichealing.com/zinc-copper-imbalances-immense-biochemical-
implications/

The status of zinc and copper levels may have profound implications for
many people. Much has been written about the significance of these two
trace elements for many, many years. Many health conditions may be
directly caused by abnormal zinc and copper levels.

With all of the recent attention given to methylation status, gene mutations,
MTHFR, and the associated neurological and mental/behavioral disorders
that may ensue, zinc and copper status remains a pivotal ratio in these regards.

While zinc toxicity and copper deficiency are possible, the subject of this
article is on the more common imbalance: copper toxicity and zinc deficiency.

The Physiological Roles Of Zinc & Copper

Zinc and copper are antagonists. The balance between these two trace
elements is an example of the effects of biological dualism. While zinc
toxicity is possible, far more common is zinc deficiency and copper toxicity.
Both zinc and copper play essential roles in the body, and there can be a
number of causes for why imbalances ensue.

It may be easier to identify the roles that zinc doesn’t play in the body,
than the roles it does play. Zinc is an essential trace element that activates
several hundred enzymatic reactions. These reactions are fundamental
to life and biological activity. Some of the activities that zinc are involved in:

  • DNA & RNA synthesis
  • Gene expression
  • Nervous system function
  • Immune function & immune signaling such as cell
    apoptosis
  • Neuronal transmission
  • Brain function
  • Zinc possesses powerful anabolic activities in the cells
  • Formation of zinc proteins known as “zinc fingers”
  • Zinc is essential for blood clotting and platelet formation
  • Zinc is involved in Vitamin A synthesis
  • Folate is made available through zinc enzyme reactions
  • Along with copper, Zinc makes up the antioxidant
    enzyme
    system, ZnCu superoxide dismutase
  • Steroidal hormone synthesis
  • Growth & development of children
  • Testosterone and semen formation
  • The highest concentration of zinc is found in the
    male prostate gland

Copper is an essential trace element serving many important functions
as well. However, copper is well documented to induce several toxic effects
in the body, when elevated. Because copper is a pro-oxidant when free and
unbound, it can quickly generate free radicals.

The major sources for copper toxicity are: exposure to industrial forms
of copper such as copper pipes, copper cookware, birth control, exposure
to copper-based fungicides. Diets high in copper and low in zinc may play
a role in copper toxicity. Pyrrole disorder, which causes depletion of zinc,
may result in elevated levels of copper.

Some of the essential roles copper plays in the body:

  • Connective tissue formation
  • ATP synthesis
  • Iron metabolism
  • Brain health via neurotransmitter synthesis
  • Gene transcription
  • Synthesis of the antioxidant superoxide dismutase
  • Skin pigmentation
  • Nerve tissue: myelin sheath formation
  • Copper tends to rise when estrogen is dominant

Perhaps one of the first reports that zinc and copper imbalances play
a role in human health and disease was their detection in mental
disorders made by Carl Pfeiffer, MD, PhD. Dr. Pfeiffer identified a
condition known as pyrrole disorder, sometimes referred to as
pyrroluria or “mauve factor”.

As it turns out, pyrrole disorder is a major biochemical imbalance
in many people with chronic illnesses such as chronic Lyme disease,
autism, schizophrenia, depression, bi-polar, and chronic fatigue
syndrome. Pyrroles are a byproduct of hemoglobin synthesis.
Apparently, some individuals are more predisposed towards producing
higher amounts of pyrroles. When pyrroles are excessive, they irreversibly
bind to zinc and vitamin B6, causing their excretion. Consequently,
it is common that once zinc levels become depleted, copper levels tend to rise.

Copper Toxicity

Problems associated with copper toxicity include: pyrrole disorder,
estrogen dominance, schizophrenia, depression, anxiety disorder,
chronic fatigue, migraines, liver toxicity, thyroid conditions, chronic
candida yeast infections, PMS, to name a few. Some research has
even implicated copper toxicity with Alzheimer’s Disease and with
cardiovascular disease. Perhaps one of the primary mechanisms
through which copper toxicity can damage tissues is through its
initiation of oxidative stress and free radical formation. Free copper
ions that are not bound to copper proteins such as ceruloplasmin,
are pro-oxidants, and are highly reactive.

Empirical research from clinicians, indicates that there are different
types of copper imbalances. For example, if there is a lot of free,
unbound copper present, this may cause a situation of nutritive
copper deficiency. Another copper imbalance is when high pyrroles
depress zinc levels, and copper levels concomintantly rise. If high
pyrroles are present, B6 will also be lost in high amounts. In a general
but very real sense, all forms of copper excess will affect zinc status,
due to the dualistic nature of zinc and copper.

Copper & Estrogen

It has been known for many years that copper can cause a rise in
estrogen, and conversely estrogen may raise copper. Estrogen
dominance has been extensively studied in its role in breast
cancer development. One possible, critical role that can cause
estrogen to become carcinogenic, is through its oxidation induced by
copper. 
Once oxidized, estrogen forms volatile hydroxyl radicals and
the associated DNA damage and “mutagenesis”.

Zinc Deficiency

As mentioned previously, pyrrole disorder will directly depress
zinc status, causing high levels of its excretion. When zinc is
lost, copper rises. Because of their essential roles in neuro-
transmitter synthesis, low zinc and high copper levels can
directly effect cognition, behavior and thought processes.
Zinc has been studied in biochemical reactions involving
calcium-driven, synaptic neurotransmission, as well as in
glutamate/GABA balance and with limbic brain function.

Zinc & Reproduction

Zinc is essential for steroidal hormone synthesis, and is a
well known catalyst for testosterone synthesis, as well as
leutinizing hormone. Zinc has demonstrated its ability to
prevent miscarriage and toxicity during pregnancy. The male
prostate gland reportedly contains the highest concentration
of zinc in the body.

Zinc & Brain Function

Much attention has been given to excitotoxicity, such as the
effects induced by MSG (monosodium glutamtate). Excess
stimulation of the excitatory neurotransmitter glutamate,
may cause severe physical and psychological reactions in
certain individuals. Zinc has been studied for its ability to
enhance GABA 
(glutamate’s antagonistic neurotransmitter)
activity and to suppress excess glutamate.

Studies on mice demonstrated that when depleted of zinc
for two weeks, the mice developed seizures, most likely due
to GABA deficiencies and glutamate excess.

There is an emerging body of evidence that demonstrates
that Alzheimer’s disease may involve copper toxicity and
zinc deficiency. Not only can excess copper cause zinc
depletion, but so can excess lead.

The hippocampus, a major part of the limbic brain, records
memories and is responsible for processing meaningful
experiences. Numerous studies site that if hippocampal
cells are deprived of zinc, the hippocampal cells die. In
addition to hippocampus cell death induced by zinc
deprivation, the amygdala, the other major limbic gland
experiences cell death as well, when deprived of zinc.

Green Fluorescent Protein

Chalfie M, Tu Y, Euskirchen G, Ward WW, Prasher DC.
Science. 1994 Feb 11;263(5148):802-5.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8303295

A complementary DNA for the Aequorea victoria green fluorescent protein (GFP)
produces a fluorescent product when expressed in prokaryotic (Escherichia coli)
or eukaryotic (Caenorhabditis elegans) cells. Because exogenous substrates and
cofactors are not required for this fluorescence, GFP expression can be used
to monitor gene expression and protein localization in living organisms.

http://en.wikipedia.org/wiki/Green_fluorescent_protein

The green fluorescent protein (GFP) is a protein composed of 238 amino acid
residues (26.9 kDa) that exhibits bright green fluorescence when exposed
to light in the blue to ultraviolet range. Although many other marine organisms
have similar green fluorescent proteins, GFP traditionally refers to the protein
first isolated from the jellyfish Aequorea victoria. The GFP from A. victoria
has a major excitation peak at a wavelength of 395 nm and a minor one at
475 nm. Its emission peak is at 509 nm, which is in the lower green portion
of the visible spectrum. The fluorescence quantum yield (QY) of GFP is 0.79.
The GFP from the sea pansy (Renilla reniformis) has a single major excitation
peak at 498 nm.

In cell and molecular biology, the GFP gene is frequently used as a reporter of
expression. In modified forms it has been used to make biosensors, and many
animals have been created that express GFP as a proof-of-concept that a gene
can be expressed throughout a given organism. The GFP gene can be introduced
into organisms and maintained in their genome through breeding, injection with a
viral vector, or cell transformation. To date, the GFP gene has been introduced
and expressed in many Bacteria, Yeast and other Fungi, fish (such as zebrafish),
plant, fly, and mammalian cells, including human. Martin Chalfie, Osamu Shimomura,
and Roger Y. Tsien were awarded the 2008 Nobel Prize in Chemistry on 10 October
2008 for their discovery and development of the green fluorescent protein.

http://www.conncoll.edu/ccacad/zimmer/GFP-ww/GFP-1.htm

In Aequorea victoria a protein called aequorin releases blue light upon binding
with calcium. This blue light is then totally absorbed by the GFP, which in turn
gives off the green light as in the animation below.

In 1994 GFP was cloned. Now GFP is found in laboratories all over the world where
it is used in every conceivable plant and animal. Flatworms, algae, E. coli and pigs
have all been made to fluoresce with GFP.

The importance of GFP was recognized in 2008 when the Nobel Committee awarded
Osamu Shimomura, Marty Chalfie and Roger Tsien the Chemistry Nobel Prize ”
for the discovery and development of the green fluorescent protein, GFP.”

Why is it so popular? Well, I like to think of GFP as the microscope of the twenty-
first century. Using GFP we can see when proteins are made, and where they can go.
This is done by joining the GFP gene to the gene of the protein of interest so that
when the protein is made it will have GFP hanging off it. Since GFP fluoresces, one
can shine light at the cell and wait for the distinctive green fluorescence associated
with GFP to appear.

A variant of yellow fluorescent protein with fast and efficient maturation for
cell-biological applications
T Nagai, K Ibata, E Sun Park, M Kubota, K Mikoshiba & A Miyawaki
Nature Biotechnology 20, 87 – 90 (2002)  http://dx.doi.org:/10.1038/nbt0102-87

The green fluorescent protein (GFP) from the jellyfish Aequorea victoria
has provided a myriad of applications for biological systems. Over the last
several years, mutagenesis studies have improved folding properties of GFP.
However, slow maturation is still a big obstacle to the use of GFP variants for
visualization. These problems are exacerbated when GFP variants are expressed
at 37°C and/or targeted to certain organelles. Thus, obtaining GFP variants that
mature more efficiently is crucial for the development of expanded research
applications. Among Aequorea GFP variants, yellow fluorescent proteins (YFPs)
are relatively acid-sensitive,and uniquely quenched by chloride ion (Cl−)3. For
YFP to be fully and stably fluorescent, mutations that decrease the sensitivity
to both pH and Cl− are desired. Here we describe the development of an
improved version of YFP named “Venus”. Venus contains a novel mutation,
F46L, which at 37°C greatly accelerates oxidation of the chromophore, the rate-
limiting step of maturation. As a result of other mutations, F64L/M153T/
V163A/S175G, Venus folds well and is relatively tolerant of exposure
to acidosis and Cl−. We succeeded in efficiently targeting a neuropeptide
Y-Venus fusion protein to the dense-core granules of PC12 cells. Its secretion
was readily monitored by measuring release of fluorescence into the medium.
The use of Venus as an acceptor allowed early detection of reliable signals of
fluorescence resonance energy transfer (FRET) for Ca2+ measurements in brain
slices. With the improved speed and efficiency of maturation and the increased
resistance to environment, Venus will enable fluorescent labelings that were not
possible before.

Rhodopsin-like Protein from the Purple Membrane of Halobacterium halobium
DIETER OESTERHELT &  WALTHER STOECKENIUS
Nature New Biology 29 Sep 1971; 233, 149-152  | http://dx.doi.org:/10.1038/
newbio233149a0

HALOPHILIC bacteria require high concentrations of sodium chloride and lower
concentrations of KCl and MgCl2 for growth. The cell membrane dissociates into
fragments of varying size when the salt is removed1. One characteristic fragment—
termed the “purple membrane” because of its characteristic deep purple colour—
has been isolated in relatively pure form from Halobacterium halobium. We can
now show that the purple colour is due to retinal bound to an opsin-like protein,
the only protein present in this membrane fragment.

References

Stoeckenius, W. , and Rowen, R. , J. Cell Biol., 34, 365 (1967).

Stoeckenius, W. , and Kunau, W. H. , J. Cell Biol., 38, 337 (1968).

Blaurock, A. E. , and Stoeckenius, W. , Nature New Biology, 233, 152 (1971).

Sehgal, S. N. , and Gibbons, N. E. , Canad. J. Microbiol., 6, 165 (1960).

Kelly, M. , Norgård, S. , and Liaach-Jensen, S. , Acta Chem. Scand., 2A, 2169 (1970).

Shapiro, A. L. , Vinnela, E. , and Maizel, jun., J. V. , Biochem. Biophys. Res.
Commun., 28, 815 (1967).

The monomerization of the Purple protein, a member of the GFP-family
Corning, Brooke

Green fluorescent protein (GFP) has been used extensively since its discovery
in the 1960s to report and visualize gene expression. For years it has been the only
known naturally occurring fluorescent pigment that is encoded by a single gene,
making it extremely useful in various fields of biology, because the expression of
this gene directly leads to the appearance of the fluorescent green color. Recently,
however, many more proteins with similar properties to GFP, and available in a
variety of colors, have been isolated from the class of marine organisms called
Anthozoa, which includes the corals. This increase in the availability of colored
proteins in GFP family in turn has expanded the number of available biotech-
nology applications. However, some of these newly discovered GFP-like
proteins do not have wild-type forms that readily allow for the creation of
fusion proteins, particularly because of oligomerization. It is widely accepted
that almost all members of the GFP-family form dimers or tetramers in their
functional forms.

This study investigates a GFP-ike protein, Purple, isolated from two species,
Galaxea fascicularis and Montipora efflorescens. Purple protein forms oligomers
when expressed, which would then interfere with the normal expression of a  protein
to be tagged in gene fusion experiments. We selectively mutated 3 amino acids,
which we believed were responsible for oligomerization in Purple. These 3
residues were chosen based on sequence similarities to a very similar protein,
a mutant form of the Rtms5 chromoprotein from Montipora efflorescens. While
we had hoped that the resulting triple-mutant Purple protein would form
monomers in vivo while retaining its purple coloration, this turned out to
be incorrect. The resulting mutants had lost their ability to turn purple. However,
we also determined that we had successfully changed the oligomerization
state of Purple by examining the relative molecular mass of one our
mutant proteins, which turned out to be half the size of the original
purple protein. It is possible that by adding additional mutations in
the future, the original spectral properties could be recovered. If
successful, this would further expand the utility of the GFP family.

Rhodopsin, also known as visual purple, from Ancient Greek ῥόδον
(rhódon, “rose”), due to its pinkish color, and ὄψις (ópsis, “sight”), is
a light-sensitive receptor protein. It is a biological pigment in photo-
receptor cells of the retina. Rhodopsin is the primary pigment found
in rod photoreceptors. Rhodopsins belong to the G-protein-coupled
receptor (GPCR) family. They are extremely sensitive to light, enabling
vision in low-light conditions. Exposed to light, the pigment
immediately photobleaches, and it takes about 45 minutes to regenerate
fully in humans. Its discovery was reported by German physiologist
Franz Christian Boll in 1876.

Read Full Post »